摘要：虽然蛋白质是由mRNA翻译而来，但蛋白质的表达水平总是与mRNA的表达水平一致吗？很显然不一定，那么会有哪些原因导致它们的表达水平不一致呢？小远通过查阅文献找到了一些资料与文献案例，可以帮助大家更好地理解这种现象，同时，在一定程度上也可以解释为什么过表达一个基
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虽然蛋白质是由mRNA翻译而来，但蛋白质的表达水平总是与mRNA的表达水平一致吗？很显然不一定，那么会有哪些原因导致它们的表达水平不一致呢？小远通过查阅文献找到了一些资料与文献案例，可以帮助大家更好地理解这种现象，同时，在一定程度上也可以解释为什么过表达一个基因有时候达不到我们预期的目标，想必这个问题也困扰了不少人。好啦，话不多说，下面就跟着小远的节奏一起往下看吧！
背景介绍
1.1中心法则涵盖的内容
开始具体的文献案例解读之前先给大家简单介绍一点背景知识，帮助大家更好地理解本文的内容。既然本文介绍的是mRNA的量与蛋白质表达量之间的关系，那无论如何都绕不开中心法则了。提到中心法则，大家脑海中第一时间出现的是不是下面这幅图（图1），简单明了，也比较好记，但这幅图并不能很好地反映出生物体内更真实的情况，那什么样的过程才算真实呢？请看小远给大家带来的图2。
图1 中心法则。图片来源：维基百科。
图2 分子生物学的范围(Maarten Naesens and Minnie M. Sarwal, 2010)。DNA与组蛋白以核小体的形式排列在染色体中。组蛋白修饰和DNA甲基化是影响转录过程的表观遗传因素。DNA被转录成pre-mRNA，pre-mRNA通过选择性剪接被剪接成不同的mRNA分子。非编码RNA，如siRNA和miRNA，也从DNA转录而来，这些小RNA片段影响mRNA的稳定性并调节mRNA向蛋白质的翻译。此外，蛋白质的翻译后修饰（例如折叠、切割和化学修饰）对蛋白质组的多样性有很大贡献。这些蛋白质可以发挥酶的作用，影响DNA的修复或复制，转录过程或翻译，或者可以作为代谢反应的催化剂。蛋白质还参与细胞信号传导和配体结合，并作为结构元件。每个水平与其他水平密切相互作用：蛋白质-DNA和RNA-DNA相互作用以及DNA的化学修饰不影响初级DNA序列，但影响细胞系统中的分子生物学过程。
从图2可以看出从DNA到RNA再到蛋白的过程是错综复杂的，并不是简单的线性关系，每一个过程都存在多种调控，所以我们需要从多方面考虑问题。由于本文分析的是mRNA的量与蛋白表达量不成线性相关的原因，因此范围可以相对缩小，稍加思考可以发现有两个很明显的原因：a、mRNA翻译成蛋白的过程出了问题；b、翻译后的蛋白被快速降解。我们先针对这两个比较明显的原因进行分析，其他原因根据小远找到的文献再进行展开。今天小远给大家介绍的是mRNA翻译成蛋白的过程中存在的一些影响因素，话都讲到这儿了，那么就很有必要了解一下mRNA翻译成蛋白质的过程啦。
1.2真核生物帽依赖性翻译起始机制
翻译可分为四个主要步骤，即起始、延伸、终止和再循环。当真核细胞在非胁迫条件下生长时，大多数mRNA通过帽依赖和扫描依赖的起始机制进行翻译（图3）。起始的第一步发生在eIF4F复合物结合mRNA 5'端的m7G帽结构。eIF4F复合物由eIF4E、eIF4A和eIF4G组成。其中，eIF4E负责识别mRNA 5'帽结构，eIF4A是RNA解旋酶，能解开mRNA 5'非翻译区（5'UTR）的二级结构，而eIF4B可增强eIF4A的活性。主要的支架亚基eIF4G，它的作用是通过结合eIF3募集核糖体，并通过poly(A)结合蛋白使mRNA循环。与此同时，一个关键的起始步骤是启始物tRNA和GTP与eIF2复合物（eIF2a，b和c）结合，产生所谓的三元配合物。这是帽依赖性翻译起始过程中的关键调控步骤之一，因为许多胁迫会使eIF2失活。然后，三元复合物将40S小核糖体亚基与其他起始因子结合，产生43S起始前复合物（PIC），然后将其招募到活化的mRNA上。由此产生的复合物沿着mRNA从5'-3'的方向扫描，从而在适当的序列中识别AUG起始密码子。Met tRNAi识别起始密码子后扫描停止，eIF2等起始因子被释放并循环用于翻译其他mRNA。然后，该复合体结合60S核糖体形成延伸能力强的80S核糖体开始延伸。
图3 真核生物帽依赖性翻译起始机制的模型(Sriram et al., 2018)。
真核生物mRNA的典型结构是5'末端的m7G帽和3'末端的poly (A)尾，它们在mRNA的翻译和稳定性中发挥了重要作用(Haimov et al., 2015)，帽依赖性扫描机制是绝大多数拥有m7G帽和poly (A)尾的真核生物mRNA进行翻译起始的经典方式。
mRNA翻译成蛋白的过程出现问题
2.1 5' UTR二级结构对翻译起始的调控作用
根据上述对真核生物翻译起始过程的介绍，不难理解，富含二级结构的5' UTR会对核糖体的结合产生阻碍，并不利于翻译的起始。这是因为5' UTR的二级结构会阻止核糖体40S亚基的迁移，从而对翻译起始产生顺式抑制作用。这种作用的强弱主要取决于发夹结构的稳定性及其在5' UTR中的具体位置。参与翻译起始的帽结合蛋白能识别帽子结构并使5' UTR二级结构解链以促进 mRNA与40S亚基结合。5' UTR二级结构对翻译起始既可表现出负调控效应，又可表现出正调控效应（本文仅介绍负调控效应）。当5' UTR的序列中存在着碱基配对时，就可形成发卡式或茎环状二级结构。这类结构会阻止核糖体小亚基的迁移，对翻译起始具有顺式抑制作用，其抑制作用的强弱取决于发卡结构的稳定性及其在5' UTR中的位置。一般来说，碱基配对区越长或G＋C含量越高，发卡结构就越稳定(Becky M Pickering and Anne E willis, 2005；Svitkin et al., 2001)。
提高生产效率是农业生产需要解决的头等大事。最佳植物结构是密集种植、高产和节约劳动力成本的生物学基础，因此，最佳植物结构对提高农业生产力至关重要。2022年12月，中国农业科学院蔬菜花卉研究所杨学勇课题组在Nature plants杂志上发表了一篇题为“Architecture design of cucurbit crops for enhanced productivity by a natural allele”的研究论文，在该研究中，作者鉴定了一个具有显性灌木性状的南瓜品种，并发现相关的Bush位点（控制灌木紧凑浓密性状的位点）在转录因子基因YABBY1的5' UTR含有一个葫芦科保守的顺式调控元件。在瓜类作物中，各种B区片段（5' UTR中的一个片段）的缺失增强了YABBY1的翻译，从而以剂量依赖的方式成比例地抑制茎长。根据不同的栽培模式，这些等位基因的精确部署对提高产量或节省劳动力成本具有重大影响。该研究结果表明，YABBY1 B区的工程设计是定制葫芦作物植物结构的有效策略。
作者通过构建群体对控制浓密性状的基因进行定位时，发现CmoCh15G012090上游76 bp的缺失导致植株突变为浓密性状。利用基因组序列和互补DNA（cDNA）末端快速扩增技术确定了CmoCh15G012090的转录本结构，发现这76bp的缺失位于5' UTR中，并且这76bp又可以进一步分为A区和B区。
图4 CmoCh15G012090转录本结构(Wang et al., 2022)。蓝框表示5' UTR和3' UTR，绿框表示外显子，黑线表示内含子，5' UTR中的灰框表示76bp缺失区。其中76bp的缺失序列含有25bp的多聚腺嘌呤，被指定为A区，其余51bp的缺失序列被指定为B区。
为了进一步研究76bp序列对蛋白翻译的潜在调控功能，作者使用双荧光素酶系统进行了翻译活性测定。将5' UTR完整的野生型（WT）序列和3个5' UTR突变序列（Del-1：76bp缺失；Del-2：a区25bp缺失；Del-3：b区51bp缺失）由CmoYABBY1的2kb启动子驱动，分别融合萤火虫荧光素酶（LUC）报告基因构建对应的载体，载体上的35S::REN LUC作为内参对照（图5a）。这四种载体均在南瓜子叶中瞬时表达。四种载体对应的LUC/REN信使RNA（mRNA）水平没有显示出任何差异（图5a）；然而，不含76bp区域的5' UTR突变体产生了更高的LUC/REN活性（是WT的1.35倍），没有B区的5' UTR导致1.3倍的增加，而不含a区的5' UTR驱动的表达与WT没有明显区别（图5a）。这些发现表明B区是CmoYABBY1的5' UTR的翻译调控区。
为了从遗传学上证明Bu B区的调控功能，作者对藤蔓性南瓜品种Daluo进行了CRISPR/Cas9基因组编辑，并设计了两个gRNA来靶向B区两个离散的位点。鉴定出4个同源无转基因成分突变系，分别为CmoM1（缺失45bp）、CmoM2（缺失53bp）、CmoM3（缺失70bp）和CmoM4（缺失92bp）（图5b）。与WT相比，所有突变株都缺失了全部或部分B区，茎长更短（图5c-e）。在野生型植株中，每个节点有一个叶具有螺旋叶性，而在基因编辑突变体（CmoM-1、CmoM-2、CmoM-3和CmoM-4）中，通常在一个节点上发现两个或更多的叶片（这里称为叶片形成簇），表现出异常的叶性（图5d，f）。值得注意的是，CmoM-4突变体具有聚集的叶子和非常短的节间距，形成了一个类似于SXHD82（一个紧凑型南瓜品种）的浓密结构，这些发现支持了CmoYABBY1 5' UTR B区在茎长控制中的功能。
为了在体内测试CmoYABBY1蛋白水平是否与茎长呈剂量依赖性负相关，作者制备了用于免疫印迹分析的CmoYABBY1多克隆抗体。接着首先检测了CmoYABBY1蛋白在WT叶片不同发育阶段的表达水平，发现CmoYABBY1蛋白水平在幼叶中较高。作者发现，与WT相比，所有突变体和SXHD82的幼叶中的CmoYABBY1蛋白水平都不同程度地更高（图5h），尽管突变体和WT之间的CmoYABBY1转录水平没有差异（图5g）。这表明CmoYABBY1蛋白翻译水平确实与茎长呈负相关，而与叶片成簇频率呈正相关（图5e-h）。
图5 CRISPR/Cas9靶向CmoYABBY1 5' UTR B区域，在转基因南瓜中产生一系列缩短的茎长(Wang et al., 2022)。（a）CmoYABBY1在5' UTR上的76bp缺失提高了翻译效率（左）。通过测定LUC/REN活性（中）和mRNA水平（右），使用三种不同的突变体结构通过检测双荧光素酶报告基因实验LUC/RNE的相对活性，从而判断哪个区域缺失有效破坏mRNA翻译。在南瓜子叶中表达了一个WT结构和携带Del-1、Del-2和Del-3突变的结构。每个突变体的平均LUC/REN活性和mRNA水平归一化为WT对照；（b）sgRNA靶向CmoYABBY1 5' UTR和CRISPR/Cas9产生的突变位点。sgRNA靶点序列用下划线标出，原间隔邻近基序（Protospacer-adjacent motif , PAM）位点用红色框突出显，黑色破折号表示删除，右边的数字表示缺失长度；（c）WT和由CRISPR/ Cas9产生的编辑突变体的表型观察；（d）编辑突变体的茎只包含叶柄；（e）8周龄WT和南瓜突变体茎长测量（n = 8）；（f）在WT和南瓜突变体中计算叶片成簇的频率（n = 8）；（g）用qPCR检测突变体和WT中CmoYABBY1 mRNA的表达水平（n = 8）；（h）Western blot检测CmoYABBY1在南瓜编辑突变体中的翻译效率。
图6 瓜类作物理想植物结构模型(Wang et al., 2022)。通过编辑瓜类作物中的YABBY1 5' UTR，可以不同程度地提高YABBY1的蛋白翻译量，实现半矮化或浓密化植株结构。
mRNA的5' UTR对翻译的调控一直受到大家的广泛关注。它可能通过与调节因子相互作用，形成二级或三级结构，如假结、发卡和RNA G-四联体（RG4s），以及使用上游开放阅读框（uORFs）和上游起始密码子（uAUGs）来调节翻译。作者检查了B区，没有发现典型的RG4基序和uORFs。然而，作者发现B区的一部分核苷酸序列是回文序列，并预测形成具有茎环的结构，可能抑制YABBY1蛋白的翻译。
图7 利用UNAfold软件对CmoYABBY1（a）、CsYABBY1（b）和ClYABBY1（c）的b区二级结构进行预测(Wang et al., 2022)。
2.2 uORF抑制基因mORF的翻译
前面介绍了真核生物翻译起始的过程 ，这里给大家介绍一种常见的现象，当转录本上存在多个AUG起始密码子时，会发生渗漏扫描，并且第一个AUG处于中等强度的序列环境中时，核糖体可能会在这个AUG上启动翻译，有时也会扫描过它，在下游的另一个AUG上启动翻译。这些情况都是可能的(Hinnebusch Alan G, 2011；Kozak Marilyn, 2002)。通常43S起始前复合物（PIC）会扫描mRNA的5' UTR，找到第一个AUG，然后结合60s亚基开始蛋白翻译。在翻译遇到终止密码子时，核糖体大小亚基分离，翻译结束 (Browning and Bailey-Serres, 2015)。在翻译结束后43S起始前复合物（PIC）很难继续扫描去寻找下一个AUG。可想而知，uORF对于基因本身mORF的翻译具有抑制作用。
2022年10月，中国科学院植物研究所田世平课题组在Plant Physiology杂志上发表了一篇题为“Current insights into posttranscriptional regulation of fleshy fruit ripening”的综述论文，该论文在介绍uORF介导的翻译抑制对果实成熟的调控中提到了两个案例，具体如下：
在番茄中，SlbZIP1通过uORF介导的蔗糖诱导的翻译抑制来调节果实中的糖积累。不含uORF的SlbZIP1过表达可显著提高转基因番茄果实的含糖量，提示通过修饰uORF从而可以提高果实品质是一个潜在的应用策略（Sagor et al., 2016）。后来，Xing等人利CRISPR系统，破坏了草莓中SlbZIP的同源基因FvebZIP1.1的uORF （Xing et al., 2020）。uORF的突变破坏了uORF介导的翻译抑制作用，转基因草莓植株生长发育正常，但糖含量明显增加（图8B）。
图8 uORF是一种具有高特异性的翻译调控元件(Wang et al., 2023)。（A）uORF的翻译抑制其相应的mORF的翻译；（B）在草莓中，CRISPR/Cas9基因编辑系统在FvebZIP1.1位点产生的uORF突变可以产生更高水平的FvebZIP1.1蛋白，导致草莓果实中的糖积累量增加。
有关uORF更多文献案例可在前期推文“UTR中不可小觑的调控元件”、“基因敲高——通过基因编辑改善作物农艺性状”中查看，通过以上文献案例可以看出，uORF不会影响mORF的转录水平，但会导致mORF翻译水平降低。
2.3miRNA介导的翻译抑制
miRNA抑制mRNA表达， 分为诱导其降解和抑制其翻译两种形式。miRNA诱导靶mRNA降解存在两种模式: 一种是miRNA和mRNA的完全互补配对, AGO2直接催化切割靶mRNA，这种模式在植物中普遍存在。另一种是miRNA和mRNA的不完全互补配对, 这种模式在人和哺乳动物中普遍存在。
图9 植物miRNA介导的mRNA降解途径(Iwakawa Hiro-oki and Yukihide Tomari, 2015)。（A）植物miRNA与主要位于开放阅读框（ORF）上的几乎完全互补的靶点结合，并在其RNA的第10和11个核苷酸的位置诱导mRNA的核内降解；（B）在拟南芥中，5'裂解片段被HEN1抑制因子HESO1尿苷化，并被XRN4沿5'- 3'方向降解。相比之下，由siRNA介导的核内裂解产生的5'片段被果蝇的3'至5'外核糖核酸酶复合物（exosome）降解。在拟南芥和果蝇中，3'裂解片段分别被XRN4或XRN1沿5'- 3'方向降解。
本文讲述的的是mRNA的量与蛋白表达量不成线性相关的原因，因此miRNA介导的翻译抑制才是我们的关注重点。最初，植物miRNA被认为只能通过Argonaute蛋白的核内裂解活性来沉默靶基因。然而，许多报道表明，植物miRNAs可以导致其靶mRNA的蛋白积累与mRNA积累不成比例的减少，这表明植物miRNAs除了可以诱导靶点切割外，还可以诱导翻译抑制(Chen xuemei, 2004；Gandikota et al., 2007；Milo JAukerman and Hajime Sakai, 2003；Schwab et al., 2005；Todesco et al., 2010)。
植物miRNA如何抑制靶mRNA的翻译？考虑到内质网膜上特异性的miRNAs降低了靶mRNA上的核糖体密度，miRNAs可能通过将靶mRNA隔离到无翻译活性的亚细胞区室来抑制翻译起始(Li et al., 2013)。相比之下，大量的miRNA与多聚体相关，这意味着植物miRNA在翻译起始后的步骤中起作用(Lanet et al., 2009)。
图10 miRNA介导的植物翻译抑制(Iwakawa Hiro-oki and Yukihide Tomari., 2015)。（A）植物中miRNA介导的翻译抑制效应蛋白。KTN1、VCS、SUO、AMP1/LAMP1、或AGO1的突变导致miRNA靶基因蛋白水平上调。KTN1定位于P小体中的微管、VSC和SUO， AMP1/LAMP1定位于ER膜；（B）miRNA介导的植物翻译抑制机制。植物无细胞系统研究表明，拟南芥AGO1-RISC催化突变体可以抑制翻译起始，但不诱导去烯化和mRNA衰减。AGO1-RISC与ORF结合可以阻断核糖体的运动。对3' UTR进行有效的翻译抑制需要多个靶点。
2021年5月，复旦大学郑丙莲课题组在Journal of Integrative Plant Biology杂志上发表了一篇题为“Brassinosteroids inhibit miRNA-mediated translational repression by decreasing AGO1 on the endoplasmic reticulum”的研究论文，该研究发现油菜素内酯（BR）通过降低内质网上的AGO1抑制了miRNA介导的翻译抑制。
作者利用EMS诱变筛选到了BR生物合成受损的拟南芥rot3-5突变体，为了检查在rot3-5突变体中miRNA通路的哪一步受到影响，作者首先通过Northern blots检测了miRNA水平。在rot3-5突变体中，miR156、miR159、miR164、miR165、miR167、miR168、miR172和miR398的水平与野生型（WT） Col-0的水平相当（图11A）。与这些结果一致， RT-qPCR分析证实突变体中成熟miRNA的水平没有改变（图11B）。接下来，作者通过RT-qPCR检测了Col-0 和rot3-5突变体中7个miRNA靶向的8个基因的转录水平，Col-0和突变体之间没有显著差异（图11C）。这些结果表明，ROT3不是miRNA生物发生或miRNA引导的靶基因mRNA切割所必需的。
接下来，作者检测了miRNA靶基因的蛋白水平，以研究miRNA介导的翻译抑制是否需要ROT3。由于miR398在Cu2+缺乏条件下严格诱导CSD2（Cu/ZnSUPEROXIDEDISMUTASE2）在mRNA切割水平和蛋白质翻译水平上沉默，因此CSD2是一个被广泛接受的用于评估miRNA介导的拟南芥翻译抑制的标记物。因此，作者利用CSD2自身启动子表达Col-0植株的CSD2-HA和具有miR398结合位点突变的mCSD2-HA植株（CSD2p::CSD2-HA和CSD2p::mCSD2-HA）通过遗传杂交引入到rot3-5突变体中，并使用抗HA抗体在Cu2+缺乏条件下（即存在miR398）检测转基因CSD2蛋白的积累。与Col-0背景相比，rot3-5突变背景中检测到的CSD2-HA蛋白水平要低得多（图11D）。相比之下，miR398结合位点的突变使rot3-5突变背景下CSD2-HA的积累恢复到与Col-0背景相同的水平（图11D）。RT-qPCR分析证实，将CSD2p::CSD2-HA和CSD2p::mCSD2-HA引入到rot3-5突变体中后，CSD2 mRNA水平（图11H）和miR398水平（图11I）均未发生改变。因此得出结论，miR398在翻译水平上抑制CSD2的活性在rot3-5突变体中得到增强。随后作者对miR172和miR164也进行了类似的验证，也得到了同样的结论。
图11 ROTUNDIFOLIA3 （ROT3）抑制miRNA介导的翻译抑制(Wang et al., 2021)。（A）Col-0和rot3-5植株的miRNA Northern blot分析；（B）Col-0和rot3-5植株miRNA RT-qPCR分析；（C）RT-qPCR检测Col-0和rot3-5幼苗miRNA靶基因的转录水平；（D-G）CSD2/mCSD2 （D）、TOE1/mTOE1 （E）、CUC1/mCUC1 （F）以及内源性AP2和CSD2 （G）在Col-0和rot3-5中的蛋白水平。（H，I）RT-qPCR分析显示（H）中转基因的mRNA水平和相应的miRNA水平（I）。
接下来作者研究了miRNA介导的翻译抑制是否会被BR抑制。结果表明外源BR处理拟南芥会导致miRNA靶基因的蛋白水平明显上调，但转录水平不发生变化。这些结果说明BR负调控miRNA介导的靶基因的翻译抑制。随后，通过亚细胞定位观察发现，外源BR的处理导致miRNA的效应蛋白AGO1在内质网上的分布降低，且定位模式发生紊乱；相反，无论在BR合成缺陷突变体 （det2-1和rot3-5） 还是BR受体bri1-5突变体中，AGO1在内质网上的分布和定位均增加。这些结果进一步说明BR负调控miRNA介导的靶基因的翻译抑制是通过减少AGO1在内质网上的分布。
图12 AGO1的亚细胞定位(Wang et al., 2021)。（A）GFP-AGO1和ER-mCherry在BR处理或未处理根细胞中的定位；（B）GFP-AGO1在Col-0、rot3-2和bri1-5根细胞中的亚细胞定位。
最后作者通过一系列的研究最终提出了下面的模型，具体的研究思路与方法这里就不具体展开了，有兴趣的同学可以自己去下载这篇文献进行阅读，这里面的不少方法还是挺值的我们学习的。
图13 油菜素内酯（BRs）在miRNA介导的翻译抑制中的功能模型(Wang et al., 2021)。在拟南芥中，miRNA效应物ARGONAUTE1（AGO1）在miRNA介导的mRNA切割和翻译抑制中都是必需的。在翻译抑制过程中，miRNA和AGO1与内质网（ER）的AMP1和HYL1相关。同时，BRs是由一系列酶，包括DWF4、CPD、DET2和ROT3，在ER中逐步合成。然后，BRs被质膜定位受体BRI1感知，以调节下游基因的表达。BRs通过减少AGO1在内质网的分布来抑制miRNA介导的翻译抑制。相反，AGO1在内质网与ROT3相互作用，通过反馈回路促进ROT3的功能。
小远叨叨
由于篇幅原因，小远这次只能给大家介绍一部分mRNA的量与蛋白表达量不成线性相关的原因。本期推文主要介绍了mRNA翻译成蛋白的过程中存在一些影响因素导致了mRNA的积累与蛋白的积累不成比例，这些因素包括5' UTR中存在的二级茎环结构、uORF以及miRNA对翻译的抑制作用，为了给大家讲清楚，小远特意查了对应的机制文献，给大家讲清楚其中的机制，同时也找了比较经典的文献案例给大家进行佐证。本次没讲完的内容小远会在后续的推文中继续给大家讲解，希望这些知识能够帮您解决一些之前遇到过的疑难杂症，让实验不再无厘头！
References：
Aukerman M J, Sakai H. Regulation of flowering time and floral organ identity by a microRNA and its APETALA2-like target genes[J]. The Plant Cell, 2003, 15(11): 2730-2741.
Browning K S, Bailey-Serres J. Mechanism of cytoplasmic mRNA translation. Arabidopsis Book 13, e0176[EB/OL].(2015)
Chen X. A microRNA as a translational repressor of APETALA2 in Arabidopsis flower development[J]. Science, 2004, 303(5666): 2022-2025.
Gandikota M, Birkenbihl R P, Höhmann S, et al. The miRNA156/157 recognition element in the 3′ UTR of the Arabidopsis SBP box gene SPL3 prevents early flowering by translational inhibition in seedlings[J]. The Plant Journal, 2007, 49(4): 683-693.
Haimov O, Sinvani H, Dikstein R. Cap-dependent, scanning-free translation initiation mechanisms[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Gene Regulatory Mechanisms, 2015, 1849(11): 1313-1318.
Hinnebusch A G. Molecular mechanism of scanning and start codon selection in eukaryotes[J]. Microbiology and molecular biology reviews, 2011, 75(3): 434-467.
Iwakawa H, Tomari Y. The functions of microRNAs: mRNA decay and translational repression[J]. Trends in cell biology, 2015, 25(11): 651-665.
Kozak M. Emerging links between initiation of translation and human diseases[J]. Mammalian Genome, 2002, 13(8): 401.
Lanet E, Delannoy E, Sormani R, et al. Biochemical evidence for translational repression by Arabidopsis microRNAs[J]. The Plant Cell, 2009, 21(6): 1762-1768.
Li S, Liu L, Zhuang X, et al. MicroRNAs inhibit the translation of target mRNAs on the endoplasmic reticulum in Arabidopsis[J]. Cell, 2013, 153(3): 562-574.
Naesens M, Sarwal M M. Molecular diagnostics in transplantation[J]. Nature Reviews Nephrology, 2010, 6(10): 614-628.
Pickering B M, Willis A E. The implications of structured 5′ untranslated regions on translation and disease[C]//Seminars in cell & developmental biology. Academic Press, 2005, 16(1): 39-47.
Sagor G H M, Berberich T, Tanaka S, et al. A novel strategy to produce sweeter tomato fruits with high sugar contents by fruit‐specific expression of a single bZIP transcription factor gene[J]. Plant Biotechnology Journal, 2016, 14(4): 1116-1126.
Schwab R, Palatnik J F, Riester M, et al. Specific effects of microRNAs on the plant transcriptome[J]. Developmental cell, 2005, 8(4): 517-527.
Sriram A, Bohlen J, Teleman A A. Translation acrobatics: how cancer cells exploit alternate modes of translational initiation[J]. EMBO reports, 2018, 19(10): e45947.
Svitkin Y V, Pause A, Haghighat A, et al. The requirement for eukaryotic initiation factor 4A (elF4A) in translation is in direct proportion to the degree of mRNA 5'secondary structure[J]. Rna, 2001, 7(3): 382-394.
Todesco M, Rubio-Somoza I, Paz-Ares J, et al. A collection of target mimics for comprehensive analysis of microRNA function in Arabidopsis thaliana[J]. PLoS genetics, 2010, 6(7): e1001031.
Wang S, Wang K, Li Z, et al. Architecture design of cucurbit crops for enhanced productivity by a natural allele[J]. Nature Plants, 2022, 8(12): 1394-1407.
Wang T, Zheng Y, Tang Q, et al. Brassinosteroids inhibit miRNA‐mediated translational repression by decreasing AGO1 on the endoplasmic reticulum[J]. Journal of Integrative Plant Biology, 2021, 63(8): 1475-1490.
Wang W, Wang Y, Chen T, et al. Current insights into posttranscriptional regulation of fleshy fruit ripening[J]. Plant Physiology, 2023, 192(3): 1785-1798.
Xing S, Chen K, Zhu H, et al. Fine-tuning sugar content in strawberry[J]. Genome Biology, 2020, 21: 1-14.
来源：伯远生物一点号
