摘要：自噬是一种分解细胞内容物来维持细胞稳态的自我降解机制。在应对环境压力尤其是饥饿等营养缺乏情况时，自噬的激活尤为重要。在饥饿条件下，非选择性自噬可以吞噬细胞质中的内容物，以提供能量和代谢物。在非选择性自噬激活的过程中，Atg1复合体通过液液相分离形成凝聚体，这些

撰文 | Sure

自噬是一种分解细胞内容物来维持细胞稳态的自我降解机制。在应对环境压力尤其是饥饿等营养缺乏情况时，自噬的激活尤为重要。在饥饿条件下，非选择性自噬可以吞噬细胞质中的内容物，以提供能量和代谢物。在非选择性自噬激活的过程中，Atg1复合体通过液液相分离形成凝聚体，这些凝聚体通过Atg13和Vac8的相互作用锚定在液泡膜上【1-3】。这些凝聚体构成了吞噬体组装位点（phagophore assembly site,PAS） ，在无特定靶标的情况下启动吞噬体的形成【4】。对于选择性自噬，主要依赖于不同受体识别特定的靶标，一些特定蛋白和复合物也可以通过相分离促进自噬体的形成。最近的研究发现酵母Ede1蛋白作为一种新鉴定的选择性自噬受体，Ede1通过相分离形成内吞蛋白沉积物 （ENDs） 驱动其降解【5】。但是，对于相分离如何具体影响选择性自噬中吞噬体的起始仍不明确。

近日，来自德国弗莱堡大学的Claudine Kraft课题组与马克思-普朗克生物物理研究所的Florian Wilfling课题组合作在Nature Cell Biology上发表了论文Phase separation of initiation hubs on cargo is a trigger switch for selective autophagy。 在本研究中，作者揭示了选择性自噬起始的分子基础，强调了低亲和力相互作用在调控动态蛋白行为和自噬功能中的重要性。

作者以ENDs为模型来研究选择性自噬中受体流动性和相分离的作用机制。作者通过操纵Ede1的凝聚发现ENDs的降解需要Ede1的流动性，相分离很重要，但是高亲和力相互作用会使Ede1凝聚体固化，阻碍ENDs的降解。利用另外一种选择性自噬受体Atg19和其配体Ape1的相互作用，作者也可以发现Atg19和Ape1间的低亲和力相互作用对于Ape1的降解是必须的。因此，他们认为低亲和力相互作用是选择性自噬受体流动性的基础，高亲和力干扰受体的流动性，阻碍配体的降解。

作者接着研究配体与受体相互作用的物理特性对Atg11的募集和起始中心 （initiation hubs） 的形成是否存在影响。Atg11聚集点 （起始中心） 是选择性自噬过程中关键的早期结构，用于招募其他自噬机械装置蛋白 （如Atg1和Atg9） 。作者研究发现，低亲和力的配体–受体相互作用允许受体的高流动性，为Atg11聚集点和起始中心的形成提供了动力。高亲和力相互作用减少了Atg11聚集点的形成，并阻碍自噬过程。并且，起始中心的形成独立于Atg9和Vac8等下游因子，表明这是自噬的早期步骤，与下游机制相分离。进一步的研究发现，Atg11作为选择性自噬起始中心的核心，其液液相分离为招募自噬相关蛋白提供了动态平台，低亲和力配体-受体相互作用主要是通过维持Atg11动态流动性为起始中心的组装提供平台。

Vac8是液泡表面PAS形成的关键蛋白，也是Atg11介导形成起始中心的下游蛋白，作者对Atg11和Vac8的关系进行了研究。他们发现，Atg11凝聚体能够与Vac8相互作用，这种相互作用能增加局部蛋白浓度，增强低亲和力结合的效应，作者将这种效应成为avidity-mediated interactions。在Vac8缺失细胞中，起始中心的稳定性和Atg11聚集都显著下降。随着起始中心逐渐成熟为PAS，Atg8和Atg9等关键自噬因子被募集到PAS，启动吞噬体膜的形成。

最后，作者还检验了这些在酵母中的发现是否在哺乳动物细胞中也是保守的。结果表明，低亲和力的配体-受体相互作用在人类细胞中也促进了选择性自噬起始中心的形成。人类细胞中，ULK1和FIP200分别扮演了类似Atg1和Atg11的角色，参与了液液相分离介导的起始中心组装。其中，限制ULK1流动性显著降低了自噬通量和降解效率，FIP200作为连接因子与多个选择性自噬靶标都有作用。有趣的是，作者还发现，在哺乳动物细胞中内质网是选择性自噬起始中心组织和PAS成熟的关键平台，这一发现为理解自噬起始位点和分子机制提供了新见解。

总的来说，这篇文章以酵母的选择性自噬为切入点，探讨了液液相分离在调控自噬中的关键作用，首次提出了受体-配体结合特性对于吞噬体组装的重要性，为理解选择性自噬的分子机制提供了新视角。

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参考文献

1. Takeshige, K., Baba, M., Tsuboi, S., Noda, T. & Ohsumi, Y. Autophagy in yeast demonstrated with proteinase-deficient mutants and conditions for its induction.J. Cell Biol.119, 301–311 (1992).

2. Noda, N. N. & Fujioka, Y. Atg1 family kinases in autophagy initiation.Cell. Mol. Life Sci.72, 3083–3096 (2015).

3. Kamada, Y. et al. Tor directly controls the Atg1 kinase complex to regulate autophagy.Mol. Cell. Biol.30, 1049–1058 (2010).

4. Fujioka, Y. et al. Phase separation organizes the site of autophagosome formation.Nature578, 301–305 (2020).

5. Wilfling, F. et al. A selective autophagy pathway for phase-separated endocytic protein deposits.Mol. Cell80, 764–778.e7 (2020).

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来源：老齐说滨州事