摘要：第一作者：Bingfang Wang通讯作者：Yin Fang，Menahem Y. Rotenberg通讯单位：同济大学，以色列理工学院DOI: 10.1021/acsnano.4c17062

第一作者：Bingfang Wang

通讯作者：Yin Fang，Menahem Y. Rotenberg

通讯单位：同济大学，以色列理工学院

DOI: 10.1021/acsnano.4c17062

心血管疾病（CAD）是全球发病率和死亡率的主要原因，气候变化加剧了其影响。极端天气，尤其是低温和寒流，对心血管健康构成越来越大的威胁，研究表明，温度每下降1°C，老年冠心病患者的死亡率就会提高约2%。心电图上PR间期、QRS波群和QT间期延长表明，低温会对心脏电活动产生不利影响，从而增加房性和室性心律失常的风险。因此，在冬季或高纬度地区等寒冷环境中进行有效的心电图监测对于降低死亡率和相关风险至关重要。

可穿戴技术以其便携性和实时性而闻名，非常适合连续监测突发的CAD事件。然而，目前的可穿戴设备存在局限性。具有高杨氏模量的刚性传感电极与生物组织的柔软性不相容，使其难以适应不规则的身体表面。这种不匹配增加了身体活动期间的界面摩擦和阻抗，增加了组织损伤、接触不稳定和信号采集不准确的风险，最终限制了它们在日常监测和临床应用中的有效性。

水凝胶具有卓越的柔韧性和生物相容性，与人体皮肤形成高度共形的界面，使其成为可穿戴设备中连续监测的理想选择。然而，在实际应用中，可穿戴设备不可避免地会暴露在寒冷、恶劣的环境中，例如冬季运动、徒步旅行或搜救行动等户外活动。不幸的是，基于水凝胶的生物电子设备由于其高含水量而容易冻结，这导致电导率、粘附力和机械稳定性降低，从而限制了它们在极端寒冷环境中的应用。因此，迫切需要扩大水凝胶在低温环境中的可行性和多功能性，以满足生物电子学领域日益增长的需求。掺杂无机盐和有机溶剂（如乙二醇、甘油）等策略可以防止冻结，但这些添加剂往往会随着时间的推移而扩散，损害长期稳定性。此外，“盐析”效应会削弱凝胶网络的机械性能，限制其低温功能。另一个挑战在于缺乏制造薄水凝胶薄膜的简单方法。厚的、渗透性差的凝胶基质会导致皮肤设备界面上的汗液积聚，这会影响长时间使用的舒适性、安全性和信号准确性。人们已经探索了旋涂和冷冻切片来制备薄水凝胶薄膜，尽管它们在实现完全转移方面往往很困难，而且成本很高。此外，由于机械强度的牺牲，薄水凝胶在人体运动过程中容易损坏。它们的高表面积与体积比也增加了脱水的敏感性，在延长的监测期内可能会降低信号质量。因此，实现在低温下具有功能性和稳定性的超薄凝胶界面仍然是一个重大挑战。

本文亮点

1. 本工作介绍了一种溶剂交联策略和原位转移方法来制备超薄生物离子凝胶，其冰点低于-80°C，厚度仅为12.6 μm。

2. 离子液体溶剂和两性离子聚合物之间强烈而丰富的相互作用有效地抑制了低温结晶，形成了增韧且高度粘附的网络结构。该网络能够原位形成超薄形态，可以无缝转移到各种基材上。

4. 超薄凝胶集成到灵活的可穿戴设备中，可确保出色的皮肤一致性、用户舒适度和高信噪比心电图信号采集。该系统利用人工神经网络分析心动过缓心电图信号，在寒冷条件下检测心律失常的准确率达到96.88%。

图文解析

图1. 生物离子凝胶的设计。（A） 与无线电子系统和人工神经网络集成的超薄生物离子凝胶贴片的示意图。比例尺：5 mm。（C）超薄生物离子凝胶贴片从皮肤上剥离的照片，显示出很强的粘附性和可拉伸性。比例尺：1 cm。（D）超薄生物离子凝胶的横截面SEM图像。比例尺：20 μm。（E） 生物离子凝胶和P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶在25和-80°C下的照片。（F） 用于可变温度下流变测试的生物离子凝胶和P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶的剖面图。（G） 将生物离子凝胶的性质与现有技术进行比较的雷达图。除厚度外，所有变量的零点都位于图的中心。

图2. 生物离子凝胶的防冻和低温性能。（A） 生物离子凝胶和P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶的DSC曲线。（B） 生物离子凝胶中溶剂作用产生防冻性能的机理示意图。（C） 生物离子凝胶、SBMA、HEMA和Ch-IL的FTIR光谱。（D） 生物离子凝胶、Ch-IL和P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶的高分辨率N 1s XPS光谱。（E） 生物离子凝胶、P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶和P（SBMACo-HEMA）水凝胶在25和-20°C下的应力-应变曲线。（F） 生物离子凝胶在25和-20°C下的杨氏模量。（G） 分别在25和-20°C下生物离子凝胶和P（SBMA-co-HEMA）-TA水凝胶的离子电导率。（H） 演示生物离子凝胶在低温拉伸下点亮LED。（I） 共价键/氢键的示意图，以及生物离子凝胶和组织蛋白质之间的静电相互作用。（J） -20°C下，生物离子凝胶在小鼠皮肤组织和其他各种基质上的剪切力-位移曲线，以及（K）相应的粘附强度。（L） 低温下切断的生物离子凝胶的自愈演示。误差条表示测量值的标准偏差（SD）（n=3）。

图3. 原位转移制备超薄生物离子凝胶贴片。（A） 原位转移法生产大面积超薄生物离子凝胶的示意图。（B） 具有高度保形和无缝皮肤接触的超薄生物离子凝胶的显微镜图像。比例尺：1 cm。（C）超薄生物离子凝胶的厚度，插图显示超薄生物离子胶表面形态的AFM图像。（D） 生物离子凝胶的透光率，插图显示超薄生物离子凝胶保形地附着在绿叶上。（i） 在明亮的田野下。（ii）在荧光下，用罗丹明染色的超薄生物离子凝胶。比例尺：1 cm。（E）分别为未覆盖的瓶子、覆盖有约13 μm厚超薄生物离子凝胶的瓶子和覆盖有约2000 μm厚SEBS薄膜的瓶子的透湿率和水蒸气透过率（WVT）。（F） 超薄生物离子凝胶在环境下90天的抗干燥性能和离子电导率稳定性。误差条表示测量值的SD（n=3）。

图4. 生物离子凝胶的生物相容性和生物电检测。（A） HEK293细胞与生物离子凝胶共孵育24小时后的活-死染色免疫荧光图像。比例尺：100 μm。（B） 基于活细胞数量与细胞总数之比计算的细胞存活率。配对样本t检验，n.s.表明p>0.05。（C） 苏木精和伊红染色的大鼠皮下组织的代表性组织学图像（对照组为正常大鼠皮下结构，另一组为植入生物离子凝胶2周的大鼠的皮下结构）。比例尺：100 μm。（D） 正常小鼠和植入生物离子凝胶4周的小鼠的体重变化比较。（E） 在10-80%应变下的多次拉伸和释放循环测试中，生物离子凝胶的电阻变化。（F） 生物离子凝胶的响应时间和恢复时间。（G） 生物离子凝胶的阻抗分析，插图显示1 kHz时的阻抗值。（H） EMG检测示意图。（I） 志愿者在执行不同手势时，超薄生物离子凝胶贴片记录的EMG信号。（J） 在重复执行手势1期间由超薄生物离子凝胶贴片记录的EMG信号，以及（K）100个周期内记录的EMG信号的相应信噪比。（L） 大鼠体内心电图监测示意图。（M） 分别使用生物离子凝胶贴片和金属电极记录心电图信号。生物离子凝胶贴片和金属电极采集的心电图信号的（N）振幅和（O）信噪比的比较。误差条表示测量值的SD（n=3）。

图5. 超薄生物离子凝胶的无线系统集成和体内评估。（A） FPCB的照片。比例尺：5 mm。（B）FPCB电子系统框图。CPU，中央处理单元；SPI，串行外设接口；ADC，模数转换器。（C） 光刻图案化生物离子凝胶的光学显微镜图像。比例尺：3 mm。（D）参与者手腕上集成FPCB的超薄生物离子凝胶贴片的图像。比例尺：2 cm。（E）超薄生物离子凝胶贴片在静态下采集的心电图实时同步测量。（F） 典型的心脏波形，显示高精度和丰富的特征。（G） 运动后记录的心电图信号。（H） 出汗后超薄生物离子凝胶贴片仍牢牢粘附在皮肤上的照片。比例尺：1 cm。（I）运动前后心电图的信噪比。（J） 超薄生物离子凝胶在第0天、第30天和第60天记录的心电图信号。（K） 超薄生物离子凝胶在第0天、第30天和第60天收集的心电图信噪比。误差条表示测量值的SD（n=3）。

图6. 人工智能监测低温心律失常。（A） 低温下心律失常诊断系统示意图，包括基于超薄生物离子凝胶贴片的心电图采集、无线传输设备和人工神经网络分析模块。AD：腺苷，作为心动过缓建模药物。（B） 分别在室温和低温下用超薄生物离子凝胶贴片和商用凝胶采集心电图。（C） 在AD诱导的心律失常模型中，在室温和低温下用超薄生物离子凝胶贴片采集心电图，红色三角形标记AD注射的时间点。（D） 心律失常模型中的心电图记录：药物前注射（左），药物后注射600秒（中）和1800秒（右）。（E） 构建的ANN模型的详细架构。（F） 评估100个历元的模型精度。（G） 培训过程中的微调。（H） 4类机器学习结果的混淆图。

来源：华算科技